用于流式細胞 儀檢測的常用熒光素有FITC、TRITC、Cy3、Cy5，PE和PI，在以上各種熒光染料中，PE熒光zui強，適用于弱表達抗原；FITC*，適用于強表達抗原，適用范圍廣。
1．直接免疫熒光標記法
取一定量的細胞懸液（濃度約1×106 個/ml），直接加入熒光素標記抗體進行免疫反應（如做雙重標記或多重標記染色，可把幾種標記有不同熒光素的抗體同時加入）。4℃孵育15～30分鐘后，用1/15mol/LPBS（pH 7.2～7.4）洗1～2次，加入緩沖液重懸，上機檢測。
本方法操作簡便，結果準確，易于分析，適用于同一細胞群多參數同時測定。雖然直接熒光抗體標記試劑成本較高。但減少了間接標記法中較強的非特異熒光干擾，因此更適用于臨床標本的檢測。
2．間接免疫熒光標記法
取一定量的細胞懸液（濃度約5×106 個/ml），加入特異性*抗體，4℃孵育15～30分鐘，待反應*后用磷酸緩沖液洗去未結合抗體，吸盡殘留液體，再加入熒光標記第二抗體，4~C孵育30分鐘，抗原―抗體―抗抗體復合物，洗滌后即可上機檢測。注意：在整個熒光標記過程中均需參考免疫熒光細胞化學間接法染色程序，尤其是加入一抗前需使用正常非免疫血清封閉，以減少非特異性反應。如果對于未經固定的細胞需使用0.3%TritonX-100為細胞膜打孔，以保證抗體能夠進入細胞內。
此法費用較低，二抗應用廣泛，多用于科研樣品檢測。但是，由于非特異性熒光背景較強，
影響實驗結果，在樣品制備時應加人陰性或陽性對照。另外，由于間接法步驟較多，尤其是經過多次洗滌，均可使細胞數量驟減，因此，在加入*抗體前細胞懸液的細胞濃度約5×106個/ml，上機檢測前不少于1×106 個/ml即可，此法不適用測定細胞數較少的樣品。
3．熒光標記中的注意事項
① 為減少非特異性干擾，熒光標記物用前應用0．22um濾膜過濾或高速離心5分鐘，以除去顆粒或沉渣。
② 細胞樣品的制備、染色及保存均應該盡量保持新鮮，防止分解代謝引起的表面抗原消失及細胞死亡，可以通過加入營養培養基或低濃度血清以及4~0或冰浴中操作來解決。
③ 細胞或低比例細胞亞群分析時，為保證準確，應排除死細胞。
④ 熒光標記抗體濃度應該合適，如果濃度過高，會使非特異性結合增加。在使用一抗之前，將樣品與過量的牛血清白蛋白（BSA）或來源于同一種屬的正常血清一起孵育，以阻斷一抗和細胞表面或胞內結構非特異性作用。在使用一抗之后，將樣品、與二抗相同種屬的5%～10%正常血清和二抗一起孵育，以減少二抗與一抗、細胞表面或胞內結構之間的非特異相互作用。如果使用含有與一抗或二抗種屬相同的血清液體稀釋抗體，便可以省略此步驟。
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